Астроциты и их участие в механизмах терапевтического действия мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток при ишемическом повреждении головного мозга
1736
0
Ю.А. Калинина1, Е.Г. Гилерович2, Д.Э. Коржевский2
1 ООО «Транс-Технологии», Санкт-Петербург, Россия 2 Институт экспериментальной медицины, Санкт-Петербург, Россия
Astrocytes and their participation in the mechanisms of therapeutic action of MSC in ischemic brain injury
Y.A. Кalinina1, 2, E.G. Gilerovich2, D.E. Korzhevskii2
1 “Trans-Technologies”, Ltd, Saint Petersburg, Russia
2 Institution of Experimental Medicine, Saint Petersburg, Russia e-mail: yuakalinina@alkorbio.ru
В настоящем обзоре обобщены данные о структуре и функциональных особенностях астроцитов головного мозга в норме и при патологии. При ишемическом повреждении астроглия участвует в процессах эндогенной репарации и помогает выжившим нервным клеткам вернуть утраченные ими функции. Реакция астроцитов на ишемию зависит от тяжести заболевания и может определять его дальнейшее развитие. На сегодняшний день клеточная терапия является перспективным направлением в лечение постинсультных состояний. Многочисленные исследования показали положительное влияние мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК) на функциональное восстановление при ишемическом инсульте. Основной эффект связывают со способностью ММСК усиливать эндогенный восстановительный потенциал нервной ткани. Последние экспериментальные данные продемонстрировали, что особая роль в терапевтических эффектах клеточной терапии принадлежит астроглиальным клеткам. Дальнейшее изучение взаимодействия ММСК и астроцитов поможет в поиске новых направ-лений в лечении последствий ишемического повреждения.
Ключевые слова: астроциты, мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки, ишемия, головной мозг.
Введение
Клетки нервной ткани крайне чувствительны к недостатку кислорода, и даже кратковременное нарушение кровоснабжения может привести к необратимым повреждениям [1–3]. В результате ишемического инсульта головного мозга формируется очаг некроза, вызывая утрату многих функций и зачастую глубокую инвалидизацию пациентов. Восстановительная терапия направлена, прежде всего, на сохранение жизнеспособности функционально незаменимых клеток нервной ткани — нейронов.
При правильном подборе постинсультной терапии, благодаря применению тромболитических препаратов в первые часы после ишемии, существует возможность восстановить кровоток в окклюзированном сосуде и таким образом минимизировать объем поражения головного мозга. Астроциты, являясь самыми многочисленными клетками нервной ткани, устойчивы к нехватке кислорода и способны поддерживать свою жизнедеятельность за счёт собственных энергетических резервов [4]. В норме и при ишемическом повреждении астроглиальные клетки активно участвуют во всех аспектах жизнедеятельности нервной ткани: обеспечивают питание нейронов, регулируют гомеостаз внеклеточной среды, активность нейронов и уровень кровотока, изменяя диаметр кровеносных сосудов [5]. Формирование глиального рубца астроцитами определяет завершение первого этапа реакции головного мозга на повреждение. Лечение на более поздних сроках сопряжено с множеством проблем и на сегодняшний день не найдено эффективных способов восстановления поврежденного участка головного мозга.
This review summarizes data on the role of astrocytes in the normal brain function and disease. After ischemic injury astroglia participates in the processes of endogenous repair and helps the surviving nerve cells to regain their lost functions. The response of astrocytes to ischemia depends on the severity of the disease and can determine its further development. To date, cellular therapy is a promising strategy in the treatment of post-stroke states. Numerous studies have shown the positive effect of mes-enchymal stem cells (MSC) on functional recovery after ischemic stroke. The main effect is probably associated to the ability of MSC to enhance the endogenous restoration potential of nerve tissue. Recent experimental data have demonstrated that a special role in the therapeutic effects of cell therapy belongs to astroglial cells. Further study of the interaction of MSC and astrocytes will help in the search for new approaches in the treatment of the ischemic injury consequences.
Keywords: astrocytes, mesenchymal stem cells, ischemia,brain.
Одним из наиболее перспективных направлений в лечении последствий ишемического инсульта головного мозга является клеточная терапия. В качестве тера-певтического агента зачастую используют стволовые клетки — родоначальницы других типов клеток, которые могут дифференцироваться в специализированные клетки тканей [6]. Среди всего разнообразия стволовых клеток организма мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК) костного мозга обладают значительными преимуществами. Красный костный мозг является доступным материалом и все процедуры по его забору относительно безопасны и безболезненны. ММСК обладают иммуносупрессивными свойствами [7] и значительным потенциалом для улучшения функци-онального дефицита после повреждения ЦНС [8–10]. In vitro стволовые клетки стромы костного мозга могут дифференцироваться в трёх ортодоксальных направлениях: в адипоциты, остеоциты и хондроциты [11]. Кроме того, ММСК способны преобразовываться по неортодоксальному пути в нейроподобные клетки (глия, нейроны, олигодендроглия) [11–13]. Однако основной эффект действия ММСК связывают не с заменой погибших клеток, а со способностью ММСК вырабатывать целый спектр биоактивных трофических факторов и усиливать эндогенные механизмы восстановления нервной ткани [14]. Механизмы действия ММСК до конца не изучены, но многие экспериментальные данные указывают на то, что ключевую роль в цепочке терапевтических эффектов стволовых клеток при ишемическом повреждении играют клетки астроглии [15–18].
Цель обзора состоит в том, чтобы проанализировать возможные пути взаимодействия астроцитов и ММСК при ишемическом повреждении головного мозга.
Значение астроглиальных клеток для процессов жизнедеятельности нервной ткани
Астроглиальные клетки занимают 25–50% от общего объема головного мозга. Показано, что соотношение количества нейронов к клеткам астроглии оставляет один к десяти [19]. Такое количественное преимущество астроцитов указывает на их важную роль в жизнедеятельности нервной ткани, и в особенности нейронов.
Форма тела и отростков астроглиальных клеток представляет интерес для понимания их основных функций в нервной ткани. Эти клетки имеют звёздчатую форму, от тела лучеобразно в разные стороны отходит множество отростков. Благодаря такой структуре астроглия может охватывать и контролировать довольно большой объём нервной ткани. В зависимости от места расположения в мозге длина и ветвистость отростков различаются.
Например, в белом веществе располагаются фиброзные астроциты. Этот тип клеток характеризуется большим количеством длинных отростков, отходящих от тела клетки и заканчивающихся на поверхности кровеносного сосуда или свободно лежащих среди аксонов. В сером веществе преобладают протоплазматические астроциты, имеющие короткие и более толстые отростки, которые также контактируют скровеносными сосудами и с соседними нейронами. Несмотря на большое разнообразие форм астроглиальных клеток в ЦНС, все астроциты являются поляризованными клетками с большим количеством отростков, одни из которых контактируют с клетками мезодермального происхождения (эндотелий кровеносных капилляров и микроглия), в то время как другие тесно переплетены с отростками нейронов и охватывают синапсы [19]. Отростки астроцитов вместе с клетками эндотелия сосудов образуют физиологический барьер между ЦНС и кровеносной системой (гематоэнцефалический барьер, ГЭБ). Относительная площадь поверхности мембраны клеток эндотелия сосудов, покрытая астроглией, составляет от 80 до 99% всего микроциркуляторного русла в головном мозге [20].
Основная задача ГЭБ заключается в поддержании постоянного состава внеклеточной среды, что необходимо для обеспечения жизнедеятельности клеток нервной ткани. Астроциты определяют не только проницаемость гематоэнцефалического барьера для различных веществ, но и могут стимулировать уменьшение или увеличение диаметра близлежащих сосудов в головном мозге [21–23] и, таким образом, регулировать в них кровоток. Астроциты первые реагируют на изменение активности нейронов, вызывая изменения в локальном кровотоке ткани [23, 24].
Астроциты осуществляют обмен веществ с кровеносными сосудами мозга через интегральные трансмембранные белки (аквапорины, KIR-4) [25–27]. Среди всех интегральных трансмембранных белков, аквапорин-4 (aquaporin-4, AQP4) заслуживает особого внимания, так как он участвует в развитии такого патофизиологического процесса, как отёк. Водные каналы, образованные белком аквапорином-4, контролируют уровень притока воды через ГЭБ (табл. 1). Интегральный белок AQP4 располагается преимущественно на мембране периваскулярных отростков астроцитов и осуществляет пассивную (по осмотическому градиенту) и двунаправленную диффузию воды [28]. В эксперименте на животных с делецией гена AQP4 было показано, что кроме поддержания баланса воды в тканях мозга, нарушения в экспрессии этого гена влияют и на другие биологические процессы головного мозга, такие как регуляция сигнальной трансдукции нейронами, cинаптическая пластичность, миграция астроцитов, нейрогенез и воспаление [29–33].
Значение астроглиальных клеток для процессов жизнедеятельности нервной ткани: Астроглиальные клетки занимают 25–50% от общегообъема головного мозга. Показано, что соотношение количества нейронов к клеткам астроглии составляетодин к десяти [19]. Такое количественное преимущество астроцитов указывает на их важную роль в жизнедеятельности нервной ткани, и в особенности нейронов.
Таблица 1. Биохимические активные компоненты астроцитов, определяющие их функциональные особенности
|
Компонент |
Локализация в астроцитах |
Функциональное значение |
Ссылки |
|
Аквапорин-4 (AQP4) |
AQP4 — интегральный транспортный белок, который располагается на мембране периваскулярных отростков астроцитов |
Белок AQP4 формирует водные каналы, которые контролируют уровень притока воды через ГЭБ. С помощью AQP4 осуществляется пассивная (по осмотическому градиенту) и двунаправленная диффузия воды |
[28, 34] |
|
Коннексин-43 (Cx43) |
Cx43 — белок, формирующий щелевые каналы астроцитов. Локализуется на отростках Астроцитов |
Cx43 осуществляет внеклеточный перенос ионов и низкомолекулярных веществ (молекулярная масса до 1–1,2 кДа) между клетками |
[35, 36] |
|
Глутаминсинтетаза (GS) |
GS — фермент класса лигаз, его наибольшая концентрация в цитоплазме астроцитов |
GS в астроцитах катализирует АТФ-зависимое превращение глутамата в глутамин |
[37, 38] |
|
Глиальный фибриллярный кислый белок (GFAP) |
GFAP относится к III типу белков промежуточных филаментов, содержится в глиофибриллах цитоплазмы тела и отростков астроцитов |
GFAP обеспечивает стабильную морфологию тел и отростков астроцитов. GFAP участвует в образовании нейронглиальных взаимодействий и новых синаптических связей. Наличие белка свидетельствует о способности клеток образовывать ГЭБ, обеспечивать васкуляризацию нервной ткани и формировать глиальный рубец на месте повреждения. Увеличение синтеза GFAP наблюдается при всех патологиях ЦНС (травма, ишемия, воспаление и др.) |
[39, 40] |
Для полноценной работы нервных клеток необходимо поддержание не только водного баланса, но и гомеостаза в целом. Одним из основных механизмов поддержания гомеостаза внеклеточной среды астроглиальными клетками является создание ими пространственной сети. Известно, что связь между астроцитами осуществляется за счёт щелевых контактов, которые сформированы белком коннексином 43 (Cx43) [34]. Через каналы, образованные коннексином, возможен внеклеточный перенос ионов и низкомолекулярных веществ (молекулярная масса до 1–1,2 кДа) (табл. 1). Таким путём астроглиальная сеть может регулировать концентрацию ионов калия [41], влиять на распределение нейротрансмиттеров и их метаболитов, таких как глутамат, глутамин, лактат и глюкоза в пределах мозга. Помимо этого, слаженная работа астроглии служит основой для осуществления электрической и биохимической связей между клетками. Хотя по своим электрофизиологическим свойствам астроциты являются невозбудимыми клетками, в ответ на действие ряда нейромедиаторов (глутамата, АТФ, оксида азота и др.) происходит активация астроцитов.
Астроглиальная сеть регулирует внеклеточный уровень трёх ключевых нейротрансмиттеров в ЦНС — глутамата, гамма-аминомасляной кислоты и аденозина [42–44]. Так астроглиальные клетки обеспечивают стабильную работу нейрональных клеток. Накопление нейротрансмиттеров (в случае с глутаматом) в межклеточном пространстве токсично для нейронов. Астроглия способна поглощать нейротрансмиттеры и катаболизировать их до промежуточных продуктов, которые далее могут возвращаться в нейроны и трансформироваться в активные молекулы (глутамин). Например, глутамат в астроцитах трансформируется в глутамин при наличии АТФ-зависимого фермента — глутаминсинтетазы (glutamine synthetase, GS), который считается их иммуногистохимическим маркером (табл. 1) [37]. Любые нарушения, связанные с наличием/ отсутствием этого фермента, приводят к развитию нейродегенерации [38]. Разнообразие патологических состояний головного мозга связано с большой вариабельностью в изменениях активности GS [45, 46].
Функциональные возможности астроглиальных клеток также определяются наличием глиального фибриллярного кислого белка (GFAP). GFAP участвует в обра-зовании нейронглиальных взаимодействий и новых синаптических связей (табл. 1). Присутствие данного белка в астроцитах свидетельствует о способности клеток образовывать ГЭБ и обеспечивать васкуляризацию нервной ткани. Глиальный фибриллярный кислый белок используют в качестве главного иммуногистохимического маркера для выявления астроглиальных клеток, активированных ишемией [39, 47]. При моделировании ишемического инсульта на мышах с нокаутом гена GFAP было отмечено нарушение нейронглиальных взаимодействий и как следствие увеличение количества погибших нейронов по сравнению с их количеством у животных контрольной группы с нормальной экспрессией гена [48].
Резюмируя вышесказанное, можно заключить, что астроциты вовлечены во все процессы жизнедеятельности нервной ткани. При различных заболеваниях головного мозга выжившие астроглиальные клетки выполняют свои функции иприобретают новые[49]. Одной изсамых распространенных патологий головного мозга является ишемическое повреждение. Большое количество исследований направлены на изучение реакции астроцитов на ишемию на разнообразных экспериментальных моделях инфаркта мозга с разными сроками и методами анализа. Обобщение полученных результатов поможет определить основные морфологические и функциональные изменения астроглиальных клеток в ответ на ишемическое повреждение.
Реакция астроглиальных клеток на ишемическое повреждение
Реакция астроцитов при гипоксии/ишемии состоит в увеличении размеров клетки вследствие набухания (целлюлярный отек) [50]. Отростки астроглии, окружающие капилляры, первыми реагируют на повреждение.
Далее изменения распространяются на всё тело клетки. Основной механизм, лежащий в основе набухания астроглиальных клеток, заключается в значительном притоке жидкости во внутриклеточное пространство. Ишемическое повреждение приводит к нарушению энергетического баланса и ионного гомеостаза. В результате дефицита АТФ происходит блокирование работы ионных помп, которые отвечают за поддержание клеточного объема [51]. Движение воды является следствием действия осмотической силы, возникающей в результате дисбаланса ионов. Известно, что основная роль в регуляции водного обмена в нервной ткани принадлежит белку AQP4 [28, 52]. Так, у трансгенных мышей с дефицитом гена белка AQP4 при ишемическом повреждении наблюдаются нейрологические улучшения и уменьшение отёка тканей мозга [53, 54]. Астроциты в условиях ишемии пытаются поддерживать баланс веществ и жидкости в межклеточном пространстве и сами подвергаются морфологическим изменениям. В работах in vitro продемонстрировано, что увеличение концентрации ионов калия, глутамата, молочной кислоты и арахидоновой кислоты [55] может также приводить к запуску механизмов, способствующих набуханию клеток.
Реакция астроцитов в условиях ишемии характеризуется различной степенью целлюлярного отёка клеток и зависит от тяжести повреждения. Умеренное набухание астроцитов сопровождается увеличением синтеза гликогена [56]. В условиях энергетического дефицита этот процесс может поддерживать жизнеспособность выживших нейронов в пограничной области повреждения. Сильное набухание астроглии приводит к противоположному эффекту. Развивается отёк мозга и, как следствие, возрастает внутричерепное давление. В результате наблюдается механическое повреждение клеток и сдавливание близлежащих сосудов, уменьшение кровотока в пограничной области, что усугубляет тканевую гипоксию. Помимо этого, происходит высвобождение глутамата [57] и изменение концентрации ионов кальция в межклеточной среде [58], а в самых тяжелых случаях наступает гибель астроглиальных клеток из-за разрыва плазматической мембраны.
В первые часы после ишемии (1–3 ч.) следствием набухания астроцитов становится их гипертрофия. Эти изменения наблюдаются на ранней стадии активации астроглии в ответ на ишемическое повреждение. Выжившие астроциты, располагающиеся близко к очагу инфаркта, характеризуются выраженной гипертрофией отростков и активно пролиферируют. Такая реакция астроцитов называется реактивный астроглиоз [58, 59].
Реактивные изменения сопровождаются синтезом белков промежуточных филаментов, GFAP [60] и виментина [61]. Вместе с этим увеличивается размер ядер клеток, количество митохондрий и рибосом. Все эти изменения отражают усиление метаболической активности клетки [59]. Реакция астроглиальных клеток на ишемическое повреждение нервной ткани способствует отделению здоровой зоны от ишемизированной и образованию глиального рубца. В результате астроциты создают барьер, который защищает выжившие нейроны от действия клеток воспаления (нейтрофилы, моноциты/макрофаги, Т-лимфоциты и др.), свободных радикалов, токсичных факторов. Астроглиальный рубец формирует границы повреждения. У трансгенных мышей с дисфункцией астроцитов при нарушении ГЭБ наблюдалось увеличение размера повреждения за счёт гибели нейронов и олигодендроглии, тяжёлой демиелинизации и инфильтрации лейкоцитов, что проявлялось в выраженном функциональном дефиците [62]. Астроглиальный рубец создаёт каркас для образования новой сосудистой сети. Для этого астроциты активируют клетки эндотелия и фибробласты в поврежденной области [63, 64].
Известно, что астроциты менее чувствительны к недостатку кислорода и глюкозы, чем нейроны [65]. Культура астроглиальных клеток может выдерживать длительное воздействие (18–24 ч.) тяжелой степени гипоксии с минимальными нарушениями настолько долго, насколько хватит глюкозы [66]. Помимо этого, астроциты имеют большие запасы метаболических субстратов (гликоген, глутамат, глутамин), которые позволяют им поддерживать высокий уровень метаболитической активности в отсутствии глюкозы в течение 1–2 ч. Другие факторы, которые могут объяснить резистентность астроцитов к ишемии, включают: активность пуриват карбоксилаз, способность использовать жирные кислоты и кетоновые тела и глюконеогенез [67].
Таким образом, для выбора успешной стратегии в терапии постинсультных состояний необходимо ориентироваться на степень активации астроглии. Образование глиального рубца свидетельствует о завершении процессов воспаления в нервной ткани и форми-ровании конечного размера повреждения.
Реакция астроцитов на ММСК при их совместном культивировании в норме и в условиях ишемии
Было показано, что при внутривенном введении ММСК небольшая часть клеток доходит до головного мозга и проходит через нарушенный после ишемического инсульта ГЭБ. Там клетки могут дифференцироваться в нейрональном направлении. Оставшиеся экзогенные клетки распределяются по организму [68, 69]. Основной механизм действия ММСК связывают не с заменой погибших нейронов, а с выработкой стволовыми клетками различных биоактивных веществ — факторов роста, цитокинов, хемокинов [14]. Выделенные стволовыми клетками вещества способны модулировать локальную иммунную систему [70, 71], усиливать процесс образования новых сосудов [72, 73], стимулировать миграцию, пролиферацию, дифференцировку клеток и формирование внеклеточного матрикса [74–77].
Для изучения механизмов действия ММСК на жизнедеятельность клеток нервной ткани проводят их совместное культивирование in vitro. Лабораторные исследования позволяют задавать любые условия культивирования в зависимости от поставленной задачи, например, можно воссоздать процессы, которые проис-ходят в мозге в ответ на применение терапии с введением стволовых клеток при ишемическом повреждении. В работе Q. Chu с соавт. (2008) [78] показано, что при совместном культивировании ММСК с астроцитами стволовые клетки активно пролиферировали. Рост куль-туры ММСК связывают с наличием в среде факторов роста, которые секретируют астроциты: FGF (фактор роста фибробластов), EGF (эпидермальный фактор роста), PDGF (тромбоцитарный фактор роста), IGF (инсу-линоподобный фактор роста), TGFβ (трансформирующий фактов роста бета), NGF (фактор роста нервов). На 7 сут. после совместного культивирования у ММСК изменя-лась морфология — тело клетки приобретало астроцито-подобную или нейроноподобную форму. Также менялся фенотип клеток. С помощью иммуногистохимии была выявлена положительная реакция с антителами к NeuN (ядерный нейрональный белок, 8,38%), GFAP (10,72%) и CNP (2’,3’-cyclic nucleotide 3’ phosphodiesterase, 6,06%). В качестве возможных механизмов, запускающих дифференцировку ММСК в нейрональном направлении, можно рассматривать действие факторов роста EGF, CNTF (цилиарный нейротрофический фактор) и GMF (фактор созревания глии), секретируемых астроцитами. Существуют и другие факторы, которые также влияют на способность ММСК к дифференцировке. Например, молекулы клеточной адгезии (CAM), экспрессирующиеся на поверхности астроцитов, и субстрат-адгезионные молекулы (SAM). Комбинированное действие нескольких факторов (факторов роста, CAM, SAM) может стимулировать дифференцировку ММСК. В зависимости от состава среды ММСК преимущественно дифференцируются в нейроноподобные, астроцитоподобные или олигодендроцитоподобные клетки [79].
Многочисленные исследования продемонстрировали значительный стимулирующий потенциал у кондиционированной среды ММСК. Добавление ее к культуре астроглиальных клеток стимулирует астроциты к секреции нейротрофических факторов GDNF (глиальный нейротрофический фактор), CNTF и значительно уменьшает концентрацию провоспалительных цитокинов TNFα, IL-6 и iNOS [80]. H. Fang с соавт. (2018) обнаружили, что кондиционированная среда ММСК снижает способность стволовых клеток нервной ткани дифференцироваться в астроциты, предположительно за счёт ингибирования BMP-4 (костный морфогенетический белок-4)/ Smad1, -5, -8 сигнального пути. Это явление может быть опосредовано увеличением экспрессии Smad6 [81].
При ишемическом повреждении астроглия становится реактивной, что отражается на морфологии клетки и ее функциональных возможностях. H. Xin с соавт. (2006) изучали действие ММСК на активированные клетки астроглии в условиях недостатка кислорода и глюкозы. При совместном культивировании наблюда-лось усиление экспрессии генов BMP2, -4 ишемизиро-ванными астроцитами. Известно, что члены семейства белков BMPs (BMP2, -4, -7) регулируют пролиферацию, дифференцировку и выживание клеток астроглиального происхождения [82–88]. Показано, что BMP2/4 усили-вало глиогенез клеток субвентикулярных предшествен-ников [89]. Возможно, образованные глиальные клетки в субвентрикулярной зоне латеральных желудочков головного мозга активируют нейрогенез и миграцию нейробластов в пограничную зону повреждения для восполнения утраченных клеток нервной ткани. ММСК могут воздействовать на астроциты in vivo и таким образом влиять на процессы жизнедеятельности всей нервной ткани.
На сегодняшний день существуют работы, в которых доказали, что ММСК обладают нейропротекторными свойствами [90, 91]. Во многом этот эффект связывают со способностью стволовых клеток к иммуносупрессии и иммуномодуляции [92]. ММСК выделяют различные провоспалительные цитокины в ответ на повреждение (IL-1β, IL-6, IL-8, IL-10, TNFα, IFNβ). Синтез IL-6 ММСК был значительно выше по сравнению с другими активными молекулами [93], при этом он является ключевым медиатором в механизмах воспаления при ишемическом инсульте [94]. В работе Y. Gu с соавт. (2016) продемонстрировали функциональные улучшения моторных навыков у крыс в неонатальный период с инфарктом мозга после введения ММСК по сравнению с контрольной группой без применения терапии [93]. Однако, в группе животных с введением ММСК с генетической конструкцией, подавляющей экспрессию IL-6, не наблюдалось улучшение поведенческих реакций. Из этого следует, что IL-6, выделяемый стволовыми клетками, обладает репарационным потенциалом [93]. Было выявлено, что основное действие ММСК осуществляется через IL-6/STAT3 сигнальные пути. В лабораторных исследованиях in vitro при совместном культивировании астроцитов и ММСК в условиях ишемии усиливались синтез IL-6 и экспрессия IL-6R, STAT3. Помимо этого увеличивалась экспрессия антиапоптотического гена Bcl-2 и уменьшалась экспрессия проапоптотического гена Bax. При использовании культуры ММСК с генетической конструкцией, подавляющей экспрессию IL-6, экспрессия Bcl-2 в поврежденных астроцитах уменьшалась. Этоспособствовало запуску программированной клеточной гибели [93]. Из этого факта следует, что действие ММСК сопряжено с уменьшением количества клеток в стадии апоптоза, а значит и снижением объёма повреждения.
В экспериментальных работах было показано, что ММСК активируют процессы образования новых сосудов в пограничной зоне после ишемического повреждения [77, 95]. Одним из механизмов действия стволовых клеток считается стимуляция астроцитов к выработке ангиогенных факторов. При их совместном культивировании увеличивался синтез ANGPT-1 (ангиопоэтин-1), ANGPT-2 (ангиопоэтин-2), FGF-2, VCAM-1 (васкулярная молекула клеточной адгезии-1) и MMP-2 (матриксная металлопротеиназа-2) астроглиальными клетками, спо-собствуя запуску процессов ангиогенеза [95].
В большинстве исследований in vitro действие ММСК связывают с выделением биоактивных веществ, которые могут активировать или стимулировать другие типы клеток. При проведении клеточной терапии время пребывания экзогенных клеток в организме ограниченно [69], а концентрация секретируемых факторов скорее всего значительно меньше, чем в культуральной среде. Помимо этого, in vivo эффекты действия ММСК при ишемическом повреждении, такие как усиление ангиогенеза, уменьшение размера глиального рубца и области инфаркта ткани, наблюдаются на поздних сроках, тогда как зачастую введение стволовых клеток осуществляется в первые дни после инсульта [77, 96, 97]. Поэтому в большинстве случаев полученные результаты исследования in vitro должны подтверждаться на модели экспериментального ишемического инсульта у животных.
Роль астроцитов в механизмах действия ММСК при ишемическом повреждении мозга in vivo
За последнее время опубликованы результаты нескольких экспериментальных исследований, которые раскрывают механизмы действия ММСК на ишемизированную астроглию (табл. 2). На ранних сроках после инсульта было показано уменьшение отёка нервной ткани в результате влияния ММСК на синтез AQP4 астроглиальными клетками [98]. Регуляция количества белка AQP4 осуществляется через p38-сигнальные пути. Уменьшение отёка ткани мозга препятствует развитию повреждения и способствует сохранению выживших клеток в пограничной области.
Также под действием клеточной терапии после ишемического инсульта в астроцитах активировался тканевый активатор плазминогена (tissue plasminogen, tPA), который способствует активации перестройки нервной ткани [99, 100]. В результате предшественники нейтрофинов (pro-BDNF и pro-NGF) переходят в активное состояние и стимулируют разрастание аксонов [15, 101–105]. Помимо этого, tPA активирует пути метаболизма такого вещества как N-methyl-D-Aspartate receptor (NMDAR), который также усиливает ветвление нейритов [106]. Активный рост отростков нейронов способствует установлению новых связей между клетками, развитию синаптогенеза и восстановлению функциональной активности выживших клеток.
На поздних сроках после ишемического повреждения действие ММСК связывают с уменьшением размера глиального рубца, что приводит к уменьшению конечного размера повреждения [77]. L.H. Shen с соавт. (2008) при введении ММСК наблюдали снижение уровня синтеза нейрокана, который является одним из протеогликанов глиального рубца и ингибирует рост аксонов [17]. В результате сохранялись жизнеспособные клетки в пограничной области повреждения и образовывались новые функциональные связи между нейронами, что препятстствовало дальнейшему развитию повреждения.
Однако, исходя из морфофункциональных особенностей астроцитов, стоит отметить особую их роль в регуляции проницаемости ГЭБ. Сохранение целостности гематоэнцефалического барьера определяет динамику развития повреждения. При нарушении ГЭБ усиливается инфильтрация лейкоцитов в месте повреждения, поддерживается прогрессия процессов воспаления. В экспериментальной работе H. Park с соавт. (2015) продемонстрировали, что один из механизмов влияния ММСК на восстановление нервной ткани после ее повреждения — это стабилизация ГЭБ [107]. Астроциты синтезируют ангиогенные факторы, в том числе VEGF-A (фактор роста эндотелия сосудов А), и увеличивают секрецию индуцированного микроглией воспалительного фактора IL-1b [108–110]. К тому же выделяемый астроцитами VEGF-A связывается с рецептором VEGFR2 на клетках эндотелия и активирует eNOS, которая в свою очередь подавляет синтез белков щелевых контактов. В конечном счете, это приводит к увеличению проницаемости ГЭБ [108, 111]. Сохранение барьерной функции астроцитов может стать новой стратегией в лечении последствий ишемии головного мозга. Действие ММСК заключается в восстановлении плотности промежуточных филаментов отростков астроцитов, окружающих кровеносные сосуды. Так как отростки астроцитов являются основными компонентами ГЭБ, снижение плотности промежуточных филаментов в астроцитах головного мозга может нарушить его целостность [112]. Механизм действия ММСК связывают с уменьшением VEGF-A-индуцированной активации eNOS, в результате которой происходит увеличение числа плотных контактов на клетках эндотелия [107]. Сохранение целостности ГЭБ имеет значение для выживания клеток в пограничной области повреждения, за счёт которой может увеличиться размер инфаркта.
Заключение
Астроциты выполняют многообразные функции в нервной ткани, как в норме, так и при патологии. В условиях ишемии астроглия регулирует жизнедеятельность нейронов, обеспечивая их выживание, а также участвует в эндогенных процессах восстановления нервной ткани. Модифицируя активность астроцитов, можно повлиять на течение и исход патологических процессов, запускаемых при ишемическом повреждении. В многочисленных исследованиях показано, что применение ММСК при ишемическом инсульте стимулирует репарацию нервной ткани (активирует нейрогенез, усиливает ангиогенез, синаптогенез). Экспериментальные данные свидетельствуют о том, что это влияние осуществляется при посредстве астроцитов. Таким образом, клеточная терапия позитивно воздействует на процессы восстановления мозга в целом, и на астроциты в частности. Дальнейшее изучение механизмов взаимодействия экзогенных ММСК и астроглии является перспективным направлением в рамках разработки новых подходов в лечении последствий ишемического инсульта.
Таблица 2. Механизмы взаимодействия ММСК и астроцитов in vivo
|
Механизм взаимодействия ММСК и астроцитов |
Результат взаимодействия |
Ссылки |
|
ММСК способствует уменьшению синтеза белка AQP4 на отростках астроцитов через p38 сигнальные пути |
Снижение апоптотической гибели астроцитов, сохранение целостности ГЭБ и, как следствие, уменьшение отёка ткани |
[98] |
|
ММСК увеличивают активность tPA астроцитов в пограничной зоне повреждения. Увеличение уровня tPA происходит одновременно со снижением синтеза его главного ингибитора PAI-1 (ингибитор активатора плазминогена-1). tPA содействует превращению предшествующих форм нейтрофинов (pro-BDNF, pro-NGF), соответственно в их активные формы BDNF и NGF. Кроме того, tPA активирует пути метаболизма такого вещества как N-methyl-D-Aspartate receptor (NMDAR) |
Усиление роста нейритов, запуск процессов ремоделирования аксонов (их ветвление) |
[15] |
|
ММСК снижает синтез нейрокана (одного из основных хондроитинсульфат-протеогликанов глиального рубца) в активированных астроцитах в пограничной области повреждения |
Уменьшение размеров глиального рубца. Регенерации аксонов и восстановление нейронных связей после ишемического повреждения |
[17] |
|
ММСК регулируют VEGF-A-зависимую активность eNOS астроцитов |
Восстанавливается плотность филаментов на отростках астроцитов, окружающих кровеносные сосуды мозга. Стабилизация ГЭБ за счёт уменьшения его проницающей способности |
[107] |
1. Гусев Е.И., Скворцова В.И. Ишемия головного мозга. Москва: Медицина; 2001. (Gusev Eu.I., Skvortsova V.I. Brain ischemia. Moscow: Meditsina Publishers 2001).
3. Onwuekwe I., Ezeala-Adikaibe B. Ischemic stroke and neuroprotec-tion. Ann. Med. Health Sci. Res. 2012; 2(2): 186–90.
4. Marrif H., Juurlink B.H. Astrocytes respond to hypoxia by increasing glycolytic capacity. J. Neurosci. Res. 1999; 57(2): 255–60.
5. Mishra A., Reynolds J.P., Chen Y. et al. Astrocytes mediate neuro-vascular signaling to capillary pericytes but not to arterioles. Nat. Neurosci. 2016; 19(12): 1619–27.
6. Викторов И.В. Стволовые клетки млекопитающих: биология стволовых клеток in vivo и in vitro. Известия АН Серия биологическая 2001; 6: 646–55. (Viktorov I.V. Stem cells of mammalian brain: biology of the stem cells in vivo and in vitro. Izvestiya Academy of Sciences. Biological series 2001; 6: 646–55.).
7. Prockop D.J., Oh J.Y. Mesenchymal stem/stromal cells (MSCs): role as guardians of inflammation. Mol. Ther. 2012; 20(1): 14–20.
8. Dezawa M., Kanno H., Hoshino M. et al. Specific induction of neu-ronal cells from bone marrow stromal cells and application for autologous transplantation. J. Clin. Invest. 2004; 113(12): 1701–10.
9. Fu X.B., Fang L.J., Wang Y.X. et al. Enhancing the repair quality of skin injury on porcine after autografting with the bone marrow mesenchy-mal stem cells. Zhonghua Yi Xue Za Zhi 2004; 84(11): 920–4.
10. Kurozumi K., Nakamura K., Tamiya T. et al. Mesenchymal stem cells that produce neurotrophic factors reduce ischemic damage in the rat middle cerebral artery occlusion model. Mol. Ther. 2005; 11(1): 96–104.
11. Кругляков П.В., Соколова И.Б., Полынцев Д.Г. Стволовые клетки дифференцированных тканей взрослого организма. Цитология 2008; 50(7): 557–67. (Kruglyakov P.V., Sokolova I.B., Polyntsev D.G. Stem cells from adult differentiated tissues. Tsytologiya 2008; 50(7): 557–67).
12. Woodbury D., Schwarz E.J., Prockop D.J. et al. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J. Neurosci. Res. 2000; 61(4): 364–70.
13. Fu L., Zhu L., Huang Y. et al. Derivation of neural stem cells from mesenchymal stem cells: evidence for a bipotential stem cell population. Stem Cells Dev. 2008; 17(6): 1109–22.
14. Fu Y., Karbaat L., Wu L. et al. Trophic effects of mesenchymal stem cells in tissue regeneration. Tissue Eng. Part B Rev. 2017; 23(6): 515–28.
15. Xin H., Li Y., Shen L.H. et al. Increasing tPA activity in astrocytes induced by multipotent mesenchymal stromal cells facilitate neurite out-growth after stroke in the mouse. PLoS One 2010; 5(2): e9027.
16. Zhao Y., Rempe D.A. Targeting astrocytes for stroke therapy. Neurotherapeutics 2010; 7(4): 439–51.
17. Shen L.H., Li Y., Gao Q. et al. Down-regulation of neurocan expres-sion in reactive astrocytes promotes axonal regeneration and facilitates the neurorestorative effects of bone marrow stromal cells in the ischemic rat brain. Glia 2008; 56(16): 1747–54.
18. Li Y., Liu Z., Xin H. et al. The role of astrocytes in mediating exogenous cell-based restorative therapy for stroke. Glia 2014; 62(1): 1–16.
19. Magistretti P.J., Ransom B.R. Astrocytes. Neuropsychopharmacol. Fifth Gener. Prog. 2002: 133–45.
20. Alvarez J.I., Katayama T., Prat A. Glial influence on the blood brain barrier. Glia 2013; 61(12): 1939–58.
21. Gordon G.R., Mulligan S.J., MacVicar B.A. Astrocyte control of the cerebrovasculature. Glia 2007; 55(12): 1214–21.
22. Iadecola C., Nedergaard M. Glial regulation of the cerebral microvas-culature. Nat. Neurosci. 2007; 10(11): 1369–76.
23. MacVicar B.A., Newman E.A. Astrocyte regulation of blood flow in the brain. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2015; 7(5): 1–14.
24. Koehler R.C., Roman R.J., Harder D.R. Astrocytes and the regula-tion of cerebral blood flow. Trends Neurosci. 2009; 32(3): 160–9.
25. Higashi K., Fujita A., Inanobe A. et al. An inwardly rectifying K(+) chan-nel, Kir4.1, expressed in astrocytes surrounds synapses and blood vessels in brain. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2001; 281(3): 922–31.
26. Lien C.F., Mohanta S.K., Frontczak-Baniewicz M. et al. Absence of glial α-dystrobrevin causes abnormalities of the blood-brain barrier and progressive brain edema. J. Biol. Chem. 2012; 287(49): 41374–85.
27. Nielsen S., Nagelhus E.A., Amiry-Moghaddam M. et al. Specialized membrane domains for water transport in glial cells: high-resolution immu-nogold cytochemistry of aquaporin-4 in rat brain. J. Neurosci. 1997; 17(1): 171–80.
28. Stokum J.A., Gerzanich V., Simard J.M. Molecular pathophysiology of cerebral edema. J. Cereb. Blood Flow Metab. 2016; 36(3): 513–38.
29. Thrane A.S., Rappold P.M., Fujita T. et al. Critical role of aquaporin-4 (AQP4) in astrocytic Ca2+ signaling events elicited by cerebral edema. PNAS USA 2011; 108(2): 846–51.
30. Skucas V.A., Mathews I.B., Yang J. et al. Impairment of select forms of spatial memory and neurotrophin-dependent synaptic plasticity by dele-tion of glial aquaporin-4. J. Neurosci. 2011; 31(17): 6392–7.
31. Saadoun S., Papadopoulos M.C., Watanabe H. et al. Involvement of aquaporin-4 in astroglial cell migration and glial scar formation. J. Cell Sci. 2005; 118(Pt 24): 5691–8.
32. Kong H., Sha L., Fan Y. et al. Requirement of AQP4 for antidepres-sive efficiency of fluoxetine: implication in adult hippocampal neurogenesis. Neuropsychopharmacology 2009; 34(5): 1263–76.
33. Li L., Zhang H., Varrin-Doyer M. et al. Proinflammatory role of aquaporin-4 in autoimmune neuroinflammation. FASEB J. 2011; 25(5): 1556–66.
34. Amiry-Moghaddam M., Ottersen O.P. The molecular basis of water transport in the brain. Nat. Rev. Neurosci. 2003; 4(12): 991–1001.
35. Chew S.S., Johnson C.S., Green C.R. et al. Role of connexin43 in cen-tral nervous system injury. Exp. Neurol. 2010; 225(2): 250–61.
36. Nakase T., Fushiki S., Naus C.C. Astrocytic gap junctions composed of connexin 43 reduce apoptotic neuronal damage in cerebral ischemia. Stroke 2003; 34(8): 1987–93.
37. Сухорукова Е.Г., Гусельникова В.В., Коржевский Д.Э. Глутамин-синтетаза в клетках головного мозга крысы. Морфология 2017; 152(6): 7–10. (Sukhorukova Ye.G., Gusel'nikova V.V., Korzhevskiy D.E. Glutamine synthetase in rat brain cells. Morphology 2017; 152(6): 7–10).
38. Rose C.F., Verkhratsky A., Parpura V. Astrocyte glutamine syn-thetase: pivotal in health and disease. Biochem. Soc. Trans. 2013; 41(6): 1518–24.
39. Коржевский Д.Э., Ленцман М.В., Гиляров А.В. и др. Мор-фологические проявления локальной функциональной активации астроцитов, вызванной кратковременной общей ишемией головного мозга. Журнал эволюционной биохимии и физиологии 2007; 43(5): 505–8. (Korzhevskii D.E., Gilyarov A.V., Otellin V.A. et al. Morphological manifestations of local functional activation of astrocytes induced by transient global cerebral ischemia. Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology 2007; 43(5): 505–8).
40. Сухорукова Е.Г., Коржевский Д.Э., Алексеева О.С. Глиальный фибриллярный кислый белок — компонент промежуточных филаментов астроцитов мозга позвоночных. Журнал эволюционной биохимии и физиологии 2015; 51(1): 3–10. (Sukhorukova E.G., Korzhevskii D.E., Alekseeva O.S. Glial fibrillary acidic protein: The component of intermediate filaments in the vertebrate brain astrocytes. Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology 2015; 51(1): 3–10).
41. Wallraff A., Köhling R., Heinemann U. et al. The impact of astrocytic gap junctional coupling on potassium buffering in the hippocampus. J. Neuro-sci. 2006; 26(20): 5438–47.
42. Parpura V., Verkhratsky A. Neuroglia at the crossroads of homoeo-stasis, metabolism and signalling: evolution of the concept. ASN Neuro 2012; 4(4): e00087.
43. Danbolt N.C. Glutamate uptake. Prog. Neurobiol. 2001; 65(1): 1–105.
44. Boison D., Chen J.F., Fredholm B.B. Adenosine signaling and func-tion in glial cells. Cell Death Differ. 2010; 17(7): 1071–82.
45. van der Hel W.S., Notenboom R.G.E., Bos I.W.M. et al. Reduced glutamine synthetase in hippocampal areas with neuron loss in temporal lobe epilepsy. Neurology 2005; 64(2): 326–33.
46. Eid T., Thomas M.J., Spencer D.D. et al. Loss of glutamine synthetase in the human epileptogenic hippocampus: possible mechanism for raised extracellular glutamate in mesial temporal lobe epilepsy. Lancet (London, England) 2004; 363(9402): 28–37.
47. Lensman M., Korzhevskii D.E., Mourovets V.O. et al. Intracerebro-ventricular administration of creatine protects against damage by global cerebral ischemia in rat. Brain Res. 2006; 1114(1): 187–94.
48. Tanaka H., Katoh A., Oguro K. et al. Disturbance of hippocampal long-term potentiation after transient ischemia in GFAP deficient mice. J. Neurosci. Res. 2002; 67(1): 11–20.
49. Verkhratsky A., Zorec R., Rodriguez J.J. et al. Pathobiology of neuro-degeneration: the role for astroglia. Opera medica Physiol. 2016; 1: 13–22.
50. Kettenmann H., Ransom B.R., editors. Neuroglia. USA: Oxford University Press; 2004.
51. Kintner D.B., Su G., Lenart B. et al. Increased tolerance to oxygen and glucose deprivation in astrocytes from Na(+)/H(+) exchanger isoform null mice. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2004; 287(1): C12–21.
52. Stokum J.A., Kurland D.B., Gerzanich V. et al. Mechanisms of astro-cyte-mediated cerebral edema. Neurochem. Res. 2015; 40(2): 317–28.
53. Manley G.T., Fujimura M., Ma T. et al. Aquaporin-4 deletion in mice reduces brain edema after acute water intoxication and ischemic stroke. Nat. Med. 2000; 6(2): 159–63.
54. Papadopoulos M.C., Krishna S., Verkman A.S. Aquaporin water channels and brain edema. Mt. Sinai J. Med. 2002; 69(4): 242–8.
55. Panickar K.S., Norenberg M.D. Astrocytes in cerebral ischemic injury: morphological and general considerations. Glia 2005; 50(4): 287–98.
56. Dombro R.S., Bender A.S., Norenberg M.D. Association between cell swelling and glycogen content in cultured astrocytes. Int. J. Dev. Neuro-sci. 2000; 18(2–3): 161–9.
57. Hansson E., Muyderman H., Leonova J. et al. Astroglia and glutamate in physiology and pathology: aspects on glutamate transport, glutamate-induced cell swelling and gap-junction communication. Neurochem. Int. 2000; 37(2–3): 317–29.
58. Ding S. Ca(2+) signaling in astrocytes and its role in ischemic stroke. Adv. Neurobiol. 2014; 11: 189–211.
59. Panickar K.S., Noremberg M.D. Astrocytes in cerebral ischemic injury: Morphological and general considerations. Glia 2005; 50(4): 287–98.
60. Kamphuis W., Mamber C., Moeton M. et al. GFAP isoforms in adult mouse brain with a focus on neurogenic astrocytes and reactive astrogliosis in mouse models of Alzheimer disease. PLoS One 2012; 7(8): e42823.
61. Schmidt-Kastner R., Szymas J., Hossmann K.A. Immunohisto-chemical study of glial reaction and serum-protein extravasation in relation to neuronal damage in rat hippocampus after ischemia. Neuroscience 1990; 38(2): 527–40.
62. Faulkner J.R., Herrmann J.E., Woo M.J. et al. Reactive astrocytes protect tissue and preserve function after spinal cord injury. Neuroscience 2004; 24(9): 2143–55.
63. Rolls A., Shechter R., Schwartz M. The bright side of the glial scar in CNS repair. Nat. Rev. Neurosci. 2009; 10(3): 235–41.
64. Stichel C.C., Müller H.W. The CNS lesion scar: new vistas on an old regeneration barrier. Cell Tissue Res. 1998; 294(1): 1–9.
65. Almeida A., Delgado-Esteban M., Bolanos J.P. et al. Oxygen and glucose deprivation induces mitochondrial dysfunction and oxidative stress in neurones but not in astrocytes in primary culture. J. Neurochem. 2002; 81(2): 207–17.
66. Sochocka E., Juurlink B.H., Code W.E. et al. Cell death in primary cultures of mouse neurons and astrocytes during exposure to and “recov-ery” from hypoxia, substrate deprivation and simulated ischemia. Brain Res. 1994; 638(1–2): 21–8.
67. Kelleher J.A., Chan P.H., Chan T.Y. et al. Modification of hypoxia-induced injury in cultured rat astrocytes by high levels of glucose. Stroke 1993; 24(6): 855–63.
68. White S.V., Czisch C.E., Han M.H. et al. intravenous transplantation of mesenchymal progenitors distribute solely to the lungs and improve outcomes in cervical spinal cord injury. Stem Cells 2016; 34(7): 1812–25.
69. Kurtz A. Mesenchymal stem cell delivery routes and fate. Int. J. Stem Cells 2008; 1(1): 1–7.
70. English K. Mechanisms of mesenchymal stromal cell immunomodu-lation. Immunol. Cell Biol. 2013; 91(1): 19–26.
71. Klinker M.W., Wei C.H. Mesenchymal stem cells in the treatment of inflammatory and autoimmune diseases in experimental animal models. World J. Stem Cells 2015; 7(3): 556–67.
72. Sun L., Cui M., Wang Z. et al. Mesenchymal stem cells modified with angiopoietin-1 improve remodeling in a rat model of acute myocardial infarc-tion. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007; 357(3): 779–84.
73. Spanholtz T.A., Theodorou P., Holzbach T. et al. Vascular endothelial growth factor (VEGF165) plus basic fibroblast growth factor (bFGF) produc-ing cells induce a mature and stable vascular network--a future therapy for ischemically challenged tissue. J. Surg. Res. 2011; 171(1): 329–38.
74. Block G.J., Ohkouchi S., Fung F. et al. Multipotent stromal cells are activated to reduce apoptosis in part by upregulation and secretion of stan-niocalcin-1. Stem Cells 2009; 27(3): 670–81.
75. Kuchroo P., Dave V., Vijayan A. et al. Paracrine factors secreted by umbilical cord-derived mesenchymal stem cells induce angiogenesis in vitro by a VEGF-independent pathway. Stem Cells Dev. 2015; 24(4): 437–50.
76. Kim Y., Kim H., Cho H. et al. Direct comparison of human mesenchy-mal stem cells derived from adipose tissues and bone marrow in mediating neovascularization in response to vascular ischemia. Cell. Physiol. Biochem. 2007; 20(6): 867–76.
77. Pavlichenko N., Sokolova I., Vijde S. et al. Mesenchymal stem cells transplantation could be beneficial for treatment of experimental ischemic stroke in rats. Brain Res. 2008; 1233: 203–13.
78. Chu Q., Yu Z., Zhang S. et al. Astrocytes facilitate the growth and differentiation of co-cultured mesenchymal stem cells. J. Huazhong Univ. Sci. Technol. Med. Sci. 2008; 28(3): 333–6.
79. Jiang Y., Jahagirdar B.N., Reinhardt R.L. et al. Pluripotency of mes-enchymal stem cells derived from adult marrow. Nature 2002; 418(6893): 41–9.
80. Sun H., Bénardais K., Stanslowsky N. et al. Therapeutic potential of mesenchymal stromal cells and msc conditioned medium in amyotrophic lateral sclerosis (ALS) — in vitro evidence from primary motor neuron cultures, NSC-34 cells, astrocytes and microglia. PLoS One 2013; 8(9): e72926.
81. Fang H., Song P., Shen Y. et al. Bone mesenchymal stem cell-condi-tioned medium decreases the generation of astrocytes during the process of neural stem cells differentiation. J. Spinal Cord Med. 2018; 41(1): 10–6.
82. D’alessandro J.S., Wang E.A. Bone morphogenetic proteins inhibit proliferation, induce reversible differentiation and prevent cell death in astro-cyte lineage cells. Growth Factors 1994; 11(1): 45–52.
83. Gross R.E., Mehler M.F., Mabie P.C. et al. Bone morphogenetic pro-teins promote astroglial lineage commitment by mammalian subventricular zone progenitor cells. Neuron 1996; 17(4): 595–606.
84. Mabie P.C., Mehler M.F., Marmur R. et al. Bone morphogenetic pro-teins induce astroglial differentiation of oligodendroglial-astroglial progenitor cells. J. Neurosci. 1997; 17(11): 4112–20.
85. Karsenty G., Luo G., Hofmann C. et al. BMP 7 is required for nephrogenesis, eye development, and skeletal patterning. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1996; 785: 98–107.
86. Jordan J., Böttner M., Schluesener H.J. et al. Bone morphogenetic proteins: neurotrophic roles for midbrain dopaminergic neurons and implica-tions of astroglial cells. Eur. J. Neurosci. 1997; 9(8): 1699–709.
87. Withers G.S., Higgins D., Charette M. et al. Bone morphogenetic protein-7 enhances dendritic growth and receptivity to innervation in cul-tured hippocampal neurons. Eur. J. Neurosci. 2000; 12(1): 106–16.
88. Chalazonitis A., D’Autréaux F., Guha U. et al. Bone morphogenetic protein-2 and -4 limit the number of enteric neurons but promote develop-ment of a TrkC-expressing neurotrophin-3-dependent subset. J. Neurosci. 2004; 24(17): 4266–82.
89. Xin H., Li Y., Chen X. et al. Bone marrow stromal cells induce BMP2/4 production in oxygen-glucose-deprived astrocytes, which promotes an astrocytic phenotype in adult subventricular progenitor cells. J. Neurosci. Res. 2006; 83(8): 1485–93.
90. Xu W., Zheng J., Gao L. et al. Neuroprotective effects of stem cells in ischemic stroke. Stem Cells Int. 2017; 2017: 1–7.
91. Mead B., Hill L.J., Blanch R.J. et al. Mesenchymal stromal cell-mediated neuroprotection and functional preservation of retinal ganglion cells in a rodent model of glaucoma. Cytotherapy 2016; 18(4): 487–96.
94. Acalovschi D., Wiest T., Hartmann M. et al. Multiple levels of regulation of the interleukin-6 system in stroke. Stroke 2003; 34(8): 1864–9.
95. Cho S.R., Suh H., Yu J. et al. Astroglial activation by an enriched environment after transplantation of mesenchymal stem cells enhances angiogenesis after hypoxic-ischemic brain injury. Int. J. Mol. Sci. 2016;
17(9): 1550.
96. Chen J., Li Y., Katakowski M. et al. Intravenous bone marrow stromal cell therapy reduces apoptosis and promotes endogenous cell proliferation after stroke in female rat. J. Neurosci. Res. 2003; 73(6): 778–86.
97. Wei L., Fraser J.L., Lu Z.Y. et al. Transplantation of hypoxia preconditioned bone marrow mesenchymal stem cells enhances angiogenesis and neurogenesis after cerebral ischemia in rats. Neurobiol. Dis. 2012; 46(3): 635–45.
98. Tang G., Liu Y., Zhang Z. et al. Mesenchymal stem cells maintain blood-brain barrier integrity by inhibiting aquaporin-4 upregulation after cerebral ischemia. Stem Cells 2014; 32(12): 3150–62.
99. Li L., Lundkvist A., Andersson D. et al. Protective role of reactive astrocytes in brain ischemia. J. Cereb. Blood Flow Metab. 2008; 28(3): 468–81.
100. Wind T., Hansen M., Jensen J.K. et al. The molecular basis for anti-proteolytic and non-proteolytic functions of plasminogen activator inhibitor type-1: roles of the reactive centre loop, the shutter region, the
flexible joint region and the small serpin fragment. Biol. Chem. 2002; 383(1): 21–36.
101. Bernd P. The role of neurotrophins during early development. Gene Expr. 2008; 14(4): 241–50.
102. Crutcher K.A. The role of growth factors in neuronal development and plasticity. CRC Crit. Rev. Clin. Neurobiol. 1986; 2(3): 297–333.
103. Edgar D. Nerve growth factors and molecules of the extracellular matrix in neuronal development. J. Cell Sci. Suppl. 1985; 3: 107–13.
104. Fahnestock M., Yu G., Coughlin M.D. ProNGF: a neurotrophic or an apoptotic molecule? Prog. Brain Res. 2004; 146: 101–10.
105. Woźniak W. Brain-derived neurotrophic factor (BDNF): role in neuronal development and survival. Folia Morphol. (Warsz.) 1993; 52(4): 173–81.
106. Aoki C., Bredt D.S., Fenstemaker S. et al. The subcellular distribution of nitric oxide synthase relative to the NR1 subunit of NMDA receptors in the cerebral cortex. Prog. Brain Res. 1998; 118: 83–97.
107. Park H.J., Shin J.Y., Kim H.N. et al. Mesenchymal stem cells stabilize the blood-brain barrier through regulation of astrocytes. Stem Cell Res. Ther. 2015; 6(1): 1–12.
108. Argaw A.T., Gurfein B.T., Zhang Y. et al. VEGF-mediated disruption of endothelial CLN-5 promotes blood-brain barrier breakdown. PNAS USA 2009; 106(6): 1977–82.
109. Bush T.G., Puvanachandra N., Horner C.H. et al. Leukocyte infiltration, neuronal degeneration, and neurite outgrowth after ablation of scar-forming, reactive astrocytes in adult transgenic mice. Neuron 1999;
23(2): 297–308.
110. Herx L.M., Yong V.W. Interleukin-1 beta is required for the early evolution of reactive astrogliosis following CNS lesion. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2001; 60(10): 961–71.
111. Argaw A.T., Asp L., Zhang J. et al. Astrocyte-derived VEGFA drives blood-brain barrier disruption in CNS inflammatory disease. J. Clin. Invest. 2012; 122(7): 2454–68.
112. Tomás-Camardiel M., Rite I., Herrera A.J. et al. Minocycline reduces the lipopolysaccharide-induced inflammatory reaction, peroxynitrite-mediated nitration of proteins, disruption of the blood-brain barrier, and damage in the nigral dopaminergic system. Neurobiol. Dis. 2004; 16(1): 190–201.
